| Код | 543440 |
| Дата создания | 2021 |
|
Мы сможем обработать ваш заказ (!) 18 ноября в 12:00 [мск]
Файлы будут доступны для скачивания только после обработки заказа.
|
|
Добрый день! Уважаемые студенты, Вашему вниманию представляется дипломная работа на тему: «ОЦЕНКА НЕЙРОПРОТЕКТОРНОГО ДЕЙСТВИЯ САЛИЦИЛ-КАРНОЗИНА В МОДЕЛЯХ ГЛЮКОЗО-КИСЛОРОДНОЙ ДЕПРИВАЦИИ И NMDA-ИНДУЦИРОВАННОЙ ЭКСАЙТОТОКСИЧНОСТИ НА ПЕРВИЧНОЙ КУЛЬТУРЕ КЛЕТОК КОРЫ БОЛЬШИХ ПОЛУШАРИЙ МОЗГА КРЫСЫ»
2. Введение
Инсульт является одной из основных причин инвалидности и смерти населения в мире (Roger et al., 2010).
Инсульты подразделяются на геморрагические, при которых происходит кровоизлияние в мозг, и ишемические, при которых происходит нарушение кровоснабжения в определенной области головного мозга и нейроны находятся в состоянии ишемии с последующей реперфузией. Подавляющее большинство инсультов являются ишемическими (Donnan et al., 2008).
При ишемическом инсульте выделяют три зоны в пораженной области мозга: ядро ишемии, пенумбру и зону сниженного кровотока. В ядре клетки погибают из-за недостатка кислорода и глюкозы. Клетки зоны сниженного кровотока не погибают, так как уровень недостатка глюкозы и кислорода в них не является критическим. Пенумбра, или зона ишемической полутени, является зоной, в которой клетки находятся в пограничном состоянии между выживанием и гибелью, так как в них одновременно запускаются проапоптотические и антиапоптотические сигнальные каскады, сверхэкспрессируются про- и антиапоптотические белки, и баланс между ними определяет судьбу нейронов (Donnan et al., 2008).
Наиболее значимыми событиями, приводящими к гибели нейронов, являются глутаматная эксайтотоксичность, обусловленная накоплением глутамата во внеклеточном пространстве, активацией рецепторов глутамата и увеличением концентрации внутриклеточного кальция; повреждение митохондрий; окислительный стресс, обусловленный высоким уровнем активных форм кислорода (АФК) (Cerio et al., 2013). Также ишемический инсульт сопровождается воспалением и реперфузионным повреждением, то есть при восстановлении кровотока уровень кислорода повышается, что приводит к образованию еще большего количества АФК и снижению эндогенного антиоксидантного потенциала (Wu et al., 2018).
Для изучения патогенетических механизмов ишемического инсульта и поиска перспективных нейропротекторных препаратов в экспериментах in vitro нейроны помещают в условия глюкозо-кислородной депривации, ингибируют электрон-транспортную цепь митохондрий или моделируют глутаматную эксайтотоксичность (Holloway, Gavins, 2016), а также воспроизводят ишемический инсульт in vivo путем моделирования фокальной ишемии головного мозга, индуцированной окклюзией среднемозговой артерии (Kleinschnitz et al., 2015).
На сегодняшний день внутривенное введение рекомбинантного тканевого активатора плазминогена является наиболее приоритетным лечением острого ишемического инсульта (Adams et al., 2007; You et al., 2018; Rabinstein, 2020), однако его рекомендовано применять в течение 60 минут после прибытия пациента в больницу для снижения риска тяжелых последствий и смертельного исхода (Fonarow et al., 2011). Терапевтическое окно для применения рекомбинантного тканевого активатора плазминогена составляет 4,5 часа, что актуально всего для 5% пациентов (Kleinschnitz et al., 2015).
Антиагрегантная терапия является ключевым фармакологическим подходом к профилактике острого ишемического инсульта (Donnan et al., 2008; Fiolaki et al., 2017). При этом наиболее широко используемым антиагрегантным препаратам является аспирин (ацетилсалициловая кислота) (Fiolaki et al., 2017), эффективность которого при назначении в острый период ишемического инсульта подкреплена данными доказательной медицины (Chen, 1997). Однако, применение аспирина может привести к негативным побочным эффектам со стороны ЖКТ (Haastrup, Jarbøl, 2014).
Таким образом, актуален поиск препаратов нейропротекторного действия, обладающих как антиоксидантными, так и антиагрегантными свойствами для профилактики и лечения ишемического инсульта, а также предотвращения повторного инсульта. В то же время, важным аспектом эффективности такого препарата является его устойчивость и отсутствие негативных побочных эффектов.
Оглавление
1. Список сокращений……………………………………………………...............4
2. Введение…………………………………………………………………….........7
3. Обзор литературы
3.1. Инсульт, причины его возникновения...………………….......……………9
3.2. Ишемический инсульт, патогенез заболевания.................….....…………10
3.3. Антиоксидантная система клетки..............................………....…………..16
3.4. Антиапоптотические сигнальные каскады..………...............……………19
3.5. Проапоптотические сигнальные каскады..................…………....……….21
3.6. Экспериментальные модели ишемического инсульта in vitro и in vivo...24
3.7. Терапевтические мишени при ишемическом инсульте.............................26
3.8. Салицил-карнозин - потенциальный антиоксидант...................................29
4. Цель и задачи исследования...............................................................................31
5. Материалы и методы...........................................................................................32
5.1. Подготовка первичной культуры клеток....................................................33
5.2. Моделирование ишемии с помощью глюкозо-кислородной депривации.......………….....……….....……….....……….....……….....….34
5.3. Моделирование NMDA-индуцированной эксайтотоксичности.......……35
5.4. Анализ жизнеспособности (МТТ-тест)........…...…………………………37
5.5. Анализ гибели клеток……………………..……………………………….38
5.6. Вестерн-блоттинг…………..………………………………........................39
5.7. Статистическая обработка результатов.......................................................40
6. Результаты и их обсуждение
6.1. Влияние салицил-карнозина, салициловой кислоты, ацетилсалициловой кислоты, карнозина на жизнеспособность первичной культуры клеток коры больших полушарий мозга крыс в условиях глюкозо-кислородной депривации…….............................................................................................42
6.2. Влияние салицил-карнозина на киназы Akt, ERK1/2, JNK и относительное количество про- и антиапоптотических белков в первичной культуры клеток коры больших полушарий мозга крыс в условиях глюкозо-кислородной депривации...............................………...51
6.3. Влияние салицил-карнозина, ацетилсалициловой кислоты, карнозина на жизнеспособность первичной культуры клеток коры больших полушарий мозга крыс в модели NMDA-индуцированной эксайтотоксичности..........................………....................……….................73
7. Заключение..............................................………....................……….................80
8. Выводы………………………………………………….....……………………81
9. Список литературы……………………………............……..…………………82
9. Список литературы
1) Лопачев А. В., Лопачева О. М., Куликова О. И., Стволинский С. Л., Прозоровский В. Н., Федорова Т. Н. Сравнение протекторного действия карнозина, тролокс-карнозина и комплекса карнозина с липоевой кислотой на первичную культуру клеток мозжечка крыс в условиях глюкозо-кислородной депривации // Фундаментальные и прикладные проблемы нейронаук: функциональная асимметрия, нейропластичность нейродегенерация. Материалы Второй Всероссийской конференции с международным участием. 2016. С. 580-585.
2) Abarzúa S., Ampuero E., van Zundert B. Superoxide generation via the NR2B-NMDAR/RasGRF1/NOX2 pathway promotes dendritogenesis // Journal of Cellular Physiology. 2019. V. 234. P. 22985-22995.
3) Adams H. P., del Zoppo G., Alberts M. J., Bhatt D. L., Brass L., Furlan A., Wijdicks E. F. M. Guidelines for the Early Management of Adults With Ischemic Stroke: A Guideline From the American Heart Association/American Stroke Association Stroke Council, Clinical Cardiology Council, Cardiovascular Radiology and Intervention Council, and the Atherosclerotic Peripheral Vascular Disease and Quality of Care Outcomes in Research Interdisciplinary Working Groups: The American Academy of Neurology affirms the value of this guideline as an educational tool for neurologists // Circulation. 2007. V. 115.
4) Amato S., Man, H.-Y. Bioenergy sensing in the brain // Cell Cycle. 2011. V. 10. P. 3452–3460.
5) Arkelius K., Vivien D., Orset C., Ansar S. Validation of a stroke model in rat compatible with rt-PA-induced thrombolysis: new hope for successful translation to the clinic // Scientific Reports. 2020. V. 10.
6) Bakthavachalam P., Shanmugam P. S. T. Mitochondrial dysfunction – Silent killer in cerebral ischemia // Journal of the Neurological Sciences. 2017. V. 375. P. 417–423.
7) Bauskin A. R., Alkalay I., Ben-Neriah Y. Redox regulation of a protein tyrosine kinase in the endoplasmic reticulum // Cell. 1991. V. 66. P. 685–696.
8) Bonora M., Pinton P. The Mitochondrial Permeability Transition Pore and Cancer: Molecular Mechanisms Involved in Cell Death // Frontiers in Oncology. 2014. V. 4.
9) Cadenas E., Boveris A., Ragan C. I., Stoppani A. O. M. Production of superoxide radicals and hydrogen peroxide by NADH-ubiquinone reductase and ubiquinol-cytochrome c reductase from beef-heart mitochondria // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1977. V. 180. P. 248–257.
10) Chang L., Zhang W., Shi S., Peng Y., Wang D., Zhang L., Zhang J. microRNA-195 attenuates neuronal apoptosis in rats with ischemic stroke through inhibiting KLF5-mediated activation of the JNK signaling pathway // Molecular Medicine. 2020. V. 26.
11) Chang P., Prabhakaran S. Recent advances in the management of acute ischemic stroke // F1000Research. 2017. V. 6. P. 484.
12) Chen H., Yoshioka H., Kim G. S., Jung J. E., Okami N., Sakata H., Maier C., Narasimhan P., Goeders C., Chan, P. H. Oxidative Stress in Ischemic Brain Damage: Mechanisms of Cell Death and Potential Molecular Targets for Neuroprotection // Antioxidants & Redox Signaling. 2011. V. 14. P. 1505–1517.
13) Chen Z. CAST: randomised placebo-controlled trial of early aspirin use in 20,000 patients with acute ischaemic stroke. CAST (Chinese Acute Stroke Trial) Collaborative Group // Lancet. 1997. V. 349. P. 1641-1649.
14) Cheng H. S., Njock M.-Sã, Khyzha N., Dang L. T., Fish J. E. Noncoding RNAs regulate NF-κB signaling to modulate blood vessel inflammation. // Frontiers in Genetics. 2014. V. 5.
15) Chong S. J. F., Low I. C. C., Pervaiz S. Mitochondrial ROS and involvement of Bcl-2 as a mitochondrial ROS regulator // Mitochondrion. 2014. V. 19. P. 39–48.
16) Chouchani E. T., Pell V. R., Gaude E., Aksentijević D., Sundier S. Y., Robb E. L., Murphy M. P. Ischaemic accumulation of succinate controls reperfusion injury through mitochondrial ROS // Nature. 2014. V. 515. P. 431–435.
17) Cerio F., Lara-Celador I., Alvarez A., Hilario E. Neuroprotective Therapies after Perinatal Hypoxic-Ischemic Brain Injury // Brain Sciences. 2013. V. 3. P. 191–214.
18) Datta A., Sarmah D., Mounica L., Kaur H., Kesharwani R., Verma G., Bhattacharya P. Cell Death Pathways in Ischemic Stroke and Targeted Pharmacotherapy // Translational Stroke Research. 2020.
19) Dirnagl U., Iadecola C., Moskowitz M. A. Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view // Trends in Neurosciences. 1999. V. 22. P. 391–397.
20) Donnan G. A., Fisher M., Macleod M., Davis S. M. Stroke // The Lancet. 2008. V. 371. P. 1612–1623.
21) Erreger K., Dravid S. M., Banke T. G., Wyllie D. J. A., Traynelis S. F. Subunit-specific gating controls rat NR1/NR2A and NR1/NR2B NMDA channel kinetics and synaptic signalling profiles // The Journal of Physiology. 2005. V. 563. P. 345–358.
22) Everaert I., Taes Y., De Heer E., Baelde H., Zutinic A., Yard B., Derave W. Low plasma carnosinase activity promotes carnosinemia after carnosine ingestion in humans // American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2012. V. 302. P. 1537–1544.
23) Fiolaki A., Katsanos A. H., Kyritsis A. P., Papadaki S., Kosmidou M., Moschonas I. C., Tselepis A. D., Giannopoulos S. High on treatment platelet reactivity to aspirin and clopidogrel in ischemic stroke: A systematic review and meta-analysis // Journal of the Neurological Sciences. 2017. V. 376. P. 112–116.
24) Florescu C., Mustafa E., Târte E., Florescu D., Albu V. Antiplatelet therapy in secondary ischemic stroke prevention - a short review // Rom J Morphol Embryol. 2019.V. 60. P. 383-387.
25) Fonarow G. C., Smith, E. E. Saver, J. L., Reeves M. J., Bhatt D. L., Grau-Sepulveda M. V., … Schwamm L. H. Timeliness of Tissue-Type Plasminogen Activator Therapy in Acute Ischemic Stroke: Patient Characteristics, Hospital Factors, and Outcomes Associated With Door-to-Needle Times Within 60 Minutes // Circulation. 2011. V. 123. P. 750–758.
26) Frantseva M. V., Carlen P. L., Perez Velazquez J. L. Dynamics of intracellular calcium and free radical production during ischemia in pyramidal neurons // Free Radical Biology and Medicine. 2001. V. 31. P. 1216–1227.
27) Fujii K., Abe K., Kadooka K., Matsumoto T., Katakura Y. Carnosine activates the CREB pathway in Caco-2 cells // Cytotechnology. 2017. V. 69. P. 523–527.
28) Funa K., Sasahara M. The Roles of PDGF in Development and During Neurogenesis in the Normal and Diseased Nervous System // Journal of Neuroimmune Pharmacology. 2013. V. 9. P. 168–181.
29) Gao X., Li H., Dong Z., Zhang P., Liu R., Xue Y., Shi N. Relationship between Erk1/2 signal pathway and nerve cell apoptosis rats with ischemic stroke // Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 2019. V. 65. P. 127-131.
30) Gao X., Zhang H., Steinberg G., Zhao H. The Akt Pathway Is Involved in Rapid Ischemic Tolerance in Focal Ischemia in Rats // Translational Stroke Research. 2010. V. 1. P. 202–209.
31) Goldberg, M., Choi, D. Combined oxygen and glucose deprivation in cortical cell culture: calcium-dependent and calcium-independent mechanisms of neuronal injury // The Journal of Neuroscience. 1993. V. 13. P. 3510–3524.
32) Green D. R., Llambi F. Cell Death Signaling // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2015. V. 7.
33) Gu Y. Interaction of free radicals, matrix metalloproteinases and caveolin-1 impacts blood-brain barrier permeability // Frontiers in Bioscience. 2011. V. 3. P. 1216-1231.
34) Haastrup P., Jarbøl D. E. Enteric-coated aspirin does not reduce the risk of gastrointestinal side effects // Ugeskr Laeger. 2014. V. 176.
35) Habib E., Linher-Melville K., Lin H.-X., Singh G. Expression of xCT and activity of system x c − are regulated by NRF2 in human breast cancer cells in response to oxidative stress // Redox Biology. 2015. V. 5. P. 33–42.
36) He C., Stroink A., Vogel L., Wang C. X. Temperature Increase Exacerbates Apoptotic Neuronal Death in Chemically-Induced Ischemia // PLOS ONE. 2013. V. 8.
37) Holloway P. M., Gavins F. N. E. Modeling Ischemic Stroke In Vitro: Status Quo and Future Perspectives // Stroke. 2016. V. 47. P. 561–569.
38) Hong Y., Nie H., Wu D., Wei X., Ding X., Ying W. NAD+ treatment prevents rotenone-induced apoptosis and necrosis of differentiated PC12 cells // Neuroscience Letters. 2014. V. 560. P. 46–50.
39) Iadecola C., Nedergaard M. Glial regulation of the cerebral microvasculature // Nature Neuroscience. 2007. V. 10. P. 1369–1376.
40) Im J-Y., Kim D., Lee K-W., Kim J-B., Lee J-K., Kim D., Lee Y., Ha K-S., Joe C., Han P-L. COX-2 Regulates the insulin-like growth factor I-induced potentiation of Zn(2+)-toxicity in primary cortical culture // Mol Pharmacol. 2004. V. 66. P. 368-76.
41) Isaev N. K., Stelmashook E. V., Ruscher K., Andreeva N. A., Zorov D. B. Menadione reduces rotenone-induced cell death in cerebellar granule neurons // NeuroReport. 2004. V. 15. P. 2227–2231.
42) Itoh K., Chiba T., Takahashi S., Ishii T., Igarashi K., Katoh Y., Nabeshima Y. An Nrf2/Small Maf Heterodimer Mediates the Induction of Phase II Detoxifying Enzyme Genes through Antioxidant Response Elements // Biochemical and Biophysical Research Communications. 1997. V. 236. P. 313–322.
43) Janot K., Charbonnier G., Boustia F., Lima Maldonado I., Bibi R., Pucheux J., erbreteau, D. Prévention de l’AVC ischémique // La Presse Médicale. 2019. V. 48. P. 655–663.
44) Jayaraj R. L., Azimullah S., Beiram R., Jalal F. Y., Rosenberg G. A. Neuroinflammation: friend and foe for ischemic stroke // Journal of Neuroinflammation. 2019. V. 16.
45) Jiang S., Li T., Ji T., Yi W., Yang Z., Wang S., Wang S, Yang Y., Gu C. AMPK: Potential Therapeutic Target for Ischemic Stroke // Theranostics. 2018. V. 8. P. 4535–4551.
46) Jordan J., W.J. de Groot P., F. Galindo M. Mitochondria: the Headquarters in Ischemia-Induced Neuronal Death // Central Nervous System Agents in Medicinal Chemistry. 2011. V. 11. P. 98–106.
47) Kalogeris T., Bao Y., Korthuis R. J. Mitochondrial reactive oxygen species: A double edged sword in ischemia/reperfusion vs preconditioning // Redox Biology. 2014. V. 2. P. 702–714.
48) Kim J. Y., Park J., Chang J. Y., Kim S.-H., Lee J. E. Inflammation after Ischemic Stroke: The Role of Leukocytes and Glial Cells // Experimental Neurobiology. 2016. V. 25. P. 241.
49) Kleinschnitz C., Fluri F., Schuhmann M. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research // Drug Design, Development and Therapy. 2015. V. 3445.
50) Kristián T., Siesjö, B. K. Calcium-related damage in ischemia // Life Sciences. 1996. V. 59. P. 357–367.
51) Kristiansen M., Ham J. Programmed cell death during neuronal development: the sympathetic neuron model // Cell Death & Differentiation. 2014. V. 21. P. 1025–1035.
52) Kulikova O. I., Stvolinsky S. L., Migulin V. A., Andreeva L. A., Nagaev I. Y., Lopacheva O. M., Kulichenkova K. N., Lopachev A. V., Trubitsina I. E., Fedorova T. N. A new derivative of acetylsalicylic acid and carnosine: synthesis, physical and chemical properties, biological activity // DARU Journal of Pharmaceutical Sciences. 2020.
53) Li Z., Yang L., Zhen J., Zhao Y., Lu, Z. Nobiletin protects PC12 cells from ERS‑induced apoptosis in OGD/R injury via activation of the PI3K/AKT pathway // Experimental and Therapeutic Medicine. 2018.
54) Liu Q., Li Y., Zhou L., Li Y., Xu P., Liu X. GRP78 Promotes Neural Stem Cell Antiapoptosis and Survival in Response to Oxygen-Glucose Deprivation (OGD)/Reoxygenation through PI3K/Akt, ERK1/2, and NF-κB/p65 Pathways // Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2018.
55) Liu W., Jia C., Luo L., Wang H-L., Min X-L., Xu J., Ma L., Yang X., Wang Y., Shang F. Novel circular RNAs expressed in brain microvascular endothelial cells after oxygen-glucose deprivation/recovery // Neural Regen Res. 2019. V. 12. P. 2104-2111.
56) Lowry E. R., Kruyer A., Norris E. H., Cederroth C. R., Strickland, S. The GluK4 kainate receptor subunit regulates memory, mood, and excitotoxic neurodegeneration // Neuroscience. 2013. V. 235. P. 215–225.
57) MacDougall D. D., Lin Z., Chon N. L., Jackman S. L., Lin H., Knight J. D., Anantharam A. The high-affinity calcium sensor synaptotagmin-7 serves multiple roles in regulated exocytosis // The Journal of General Physiology. 2018. V. 150. P. 783–807.
58) Makris K., Haliassos A., Chondrogianni M., Tsivgoulis G. Blood biomarkers in ischemic stroke: potential role and challenges in clinical practice and research // Critical Reviews in Clinical Laboratory Sciences. 2018. V. 55. P. 294–328.
59) Matute C. Therapeutic Potential of Kainate Receptors // CNS Neuroscience & Therapeutics. 2010. V. 17. P. 661–669.
60) Messner K. R., Imlay, J. A. Mechanism of Superoxide and Hydrogen Peroxide Formation by Fumarate Reductase, Succinate Dehydrogenase, and Aspartate Oxidase // Journal of Biological Chemistry. 2002. V. 277. P. 42563–42571.
61) Minnerup J., Sutherland B. A., Buchan A. M., Kleinschnitz, C. Neuroprotection for Stroke: Current Status and Future Perspectives // International Journal of Molecular Sciences. 2012. V. 13. P. 11753–11772.
62) Muralikrishna Adibhatla R., Hatcher J. F. Phospholipase A2, reactive oxygen species, and lipid peroxidation in cerebral ischemia // Free Radical Biology and Medicine. 2006. V. 40. P. 376–387.
63) Murata Y., Rosell A., Scannevin R. H., Rhodes K. J., Wang X., Lo E. H. Extension of the Thrombolytic Time Window With Minocycline in Experimental Stroke // Stroke. 2008. V. 39. P. 3372–3377.
64) Narayanan S. V., Dave K. R., Saul I., Perez-Pinzon M. A. Resveratrol Preconditioning Protects Against Cerebral Ischemic Injury via Nuclear Erythroid 2–Related Factor 2 // Stroke. 2015. V. 46. P. 1626–1632.
65) Nawashiro H., Martin D., Hallenbeck J. M. Inhibition of Tumor Necrosis Factor and Amelioration of Brain Infarction in Mice // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1997a. V. 17. P. 229–232.
66) Nawashiro H., Tasaki K., Ruetzler C. A., Hallenbeck J. M. TNF-α Pretreatment Induces Protective Effects against Focal Cerebral Ischemia in Mice // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1997b. V. 17. P. 483–490.
67) Niu Y., Zeng X., Zhao L., Zhou Y., Qin G., Zhang D., Fu Q., Zhou J., Chen L. Metabotropic glutamate receptor 5 regulates synaptic plasticity in a chronic migraine rat model through the PKC/NR2B signal // The Journal of Headache and Pain. 2020. V. 21
68) Nyúl E., Kuzma M., Mayer M., Lakatos S., Almási A., Perjési P. HPLC study on Fenton-reaction initiated oxidation of salicylic acid. Biological relevance of the reaction in intestinal biotransformation of salicylic acid // Free Radical Research. 2018.
69) Oh Y., Jun H.-S. Effects of Glucagon-Like Peptide-1 on Oxidative Stress and Nrf2 Signaling // International Journal of Molecular Sciences. 2017. V. 19. P. 26.
70) Park H., Jonas A. ΔN-Bcl-xL, a therapeutic target for neuroprotection // Neural Regen Res. 2017. V. 12. P. 1791-1794.
71) Parsons M. P., Raymond L. A. Extrasynaptic NMDA Receptor Involvement in Central Nervous System Disorders // Neuron. 2014. V. 82. P. 279–293.
72) Pekcetin C., Kiray M., Ergur B., Tugyan K., Bagriyanik H., Erbil G., Camsari U. Carnosine attenuates oxidative stress and apoptosis in transient cerebral ischemia in rats // Acta Biologica Hungarica. 2009. V. 60. P. 137–148.
73) Pradillo J. M., Denes A., Greenhalgh A. D., Boutin H., Drake C., McColl B. W., Allan S. M. Delayed Administration of Interleukin-1 Receptor Antagonist Reduces Ischemic Brain Damage and Inflammation in Comorbid Rats // Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2012. V. 32. P. 1810–1819.
74) Rabinstein А. А. Update on Treatment of Acute Ischemic Stroke // Continuum. 2020. V. 26. P. 268-286.
75) Rajanikant G. K., Zemke D., Senut M.-C., Frenkel M. B., Chen A. F., Gupta R., Majid A. Carnosine Is Neuroprotective Against Permanent Focal Cerebral Ischemia in Mice // Stroke. 2007. V. 38. P. 3023–3031.
76) Rekuviene E., Ivanoviene L., Borutaite V., Morkuniene R. Rotenone decreases ischemia-induced injury by inhibiting mitochondrial permeability transition in mature brains // Neuroscience Letters. 2017. V. 653. P. 45–50.
77) Rigacci S., Iantomasi T., Marraccini P., Berti A., Vincenzini M. T., Ramponi G. Evidence for glutathione involvement in platelet-derived growth-factor-mediated signal transduction // Biochemical Journal. 1997. V. 324. P. 791–796.
78) Roger V. L., Go A. S., Lloyd-Jones D. M., Adams R. J., Berry, J. D., Brown T. M. Heart Disease and Stroke Statistics - 2011 Update: A Report From the American Heart Association // Circulation. 2010. V. 123. P. 19-209
79) Roy-O’Reilly M., McCullough L. D. Age and Sex Are Critical Factors in Ischemic Stroke Pathology // Endocrinology. 2018. V. 159. P. 3120–3131.
80) Ryou M., Mallet R. T. An In Vitro Oxygen–Glucose Deprivation Model for Studying Ischemia–Reperfusion Injury of Neuronal Cells // Traumatic and Ischemic Injury. 2018. P. 229–235.
81) Salim S. Oxidative Stress and the Central Nervous System // Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 2016. V. 360. P. 201–205.
82) Sarmah D., Kaur H., Saraf J., Vats K., Pravalika K., Wanve M., Bhattacharya P. Mitochondrial Dysfunction in Stroke: Implications of Stem Cell Therapy // Translational Stroke Research. 2018.
83) Schinzel A. C., Takeuchi O., Huang Z., Fisher J. K., Zhou Z., Rubens J., Korsmeyer S. J. Cyclophilin D is a component of mitochondrial permeability transition and mediates neuronal cell death after focal cerebral ischemia // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2005. V. 102. P. 12005–12010.
84) Schnaitman C. THE SUBMITOCHONDRIAL LOCALIZATION OF MONOAMINE OXIDASE: An Enzymatic Marker for the Outer Membrane of Rat Liver Mitochondria // The Journal of Cell Biology. 1967. V. 32. P. 719–735.
85) Schneggenburger R., Neher, E. Presynaptic calcium and control of vesicle fusion // Current Opinion in Neurobiology. 2005. V. 15. P. 266–274.
86) Scott M. B., Kammermeier P. J. CaV2 channel subtype expression in rat sympathetic neurons is selectively regulated by α2δ subunits // Channels. 2017. V. 11. P. 555–573.
87) Scudiere D., Shoemaker R., Paul K., Monks A., Tierney S., Nofziger T., Currens M., Seniff D., Boyd M. Evaluation of a Soluble Tetrazolium/Formazan Assay for Cell Growth and Drug Sensitivity in Culture Using Human and Other Tumor Cell Lines // Cancer Research. 1988. V. 48. P. 4827-4833.
88) Selvatici R., Marino S., Piubello C., Rodi D., Beani L., Gandini E., Siniscalchi A. Protein kinase C activity, translocation, and selective isoform subcellular redistribution in the rat cerebral cortex after in vitro ischemia // Journal of Neuroscience Research. 2002. V. 71. P. 64–71.
89) Shakeri R., Kheirollahi A., Davoodi J. Apaf-1: Regulation and function in cell death // Biochimie. 2017. V. 135. P. 111–125.
90) Shao Z., Dou S., Zhu J., Wang H., Wang C., Cheng B., Bai B. Apelin-13 inhibits apoptosis and excessive autophagy in cerebral ischemia/reperfusion injury // Neural Regen Res. 2021. V. 16. P. 1044-1051.
91) Si W., Wang J., Li M., Qu H., Gu R., Liu R., Hu X. Erythropoietin protects neurons from apoptosis via activating PI3K/AKT and inhibiting Erk1/2 signaling pathway // Biotech. 2019. V. 9.
92) Singer J., Gustafson D., Cummings C., Egelko A., Mlabasati J., Conigliaro A., Levine S. R. Independent ischemic stroke risk factors in older Americans: a systematic review // Aging. 2019. V. 11. P. 3392-3407.
93) Starkov A. A. Mitochondrial -Ketoglutarate Dehydrogenase Complex Generates Reactive Oxygen Species // Journal of Neuroscience. 2004. V. 24. P. 7779–7788.
94) Stevens M., Oltean S. Modulation of the Apoptosis Gene Bcl-x Function Through Alternative Splicing // Frontiers in Genetics. 2019. V. 10.
95) Sundaram S. M., Safina D., Ehrkamp A., Faissner A., Heumann R., Dietzel I. D. Differential expression patterns of sodium potassium ATPase alpha and beta subunit isoforms in mouse brain during postnatal development // Neurochemistry International. 2019. V. 128. P. 163-174.
96) Surendran D. PKCγ and PKCε are Differentially Activated and Modulate Neurotoxic Signaling Pathways During Oxygen Glucose Deprivation in Rat Cortical Slices // Neurochemical Research. 2019.
97) Swanson C. J., Bures M., Johnson M. P., Linden A.-M., Monn J. A., Schoepp D. D. Metabotropic glutamate receptors as novel targets for anxiety and stress disorders // Nature Reviews Drug Discovery. 2005. V. 4. P. 131–144.
98) Thornton C., Hagberg H. Role of mitochondria in apoptotic and necroptotic cell death in the developing brain // Clinica Chimica Acta. 2015. V. 451. P. 35–38.
99) Turrens J. F., Alexandre A., Lehninger, A. L. Ubisemiquinone is the electron donor for superoxide formation by complex III of heart mitochondria // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1985. V. 237. P. 408–414.
100) Ueno H., Honda H., Nakamoto T., Yamagata T., Sasaki K., Miyagawa K., Hirai H. The phosphatidylinositol 3′ kinase pathway is required for the survival signal of leukocyte tyrosine kinase // Oncogene. 1997. V. 14. P. 3067–3072.
101) Uzdensky A. B. Apoptosis regulation in the penumbra after ischemic stroke: expression of pro- and antiapoptotic proteins // Apoptosis. 2019. V. 24. P. 687-702.
102) Vartiainen N., Goldsteins G., Keksa-Goldsteine V., Chan P. H., Koistinaho J. Aspirin Inhibits p44/42 Mitogen-Activated Protein Kinase and Is Protective Against Hypoxia/Reoxygenation Neuronal Damage // Stroke. 2003. V. 34. P. 752–757.
103) Von Engelhardt J., Coserea I., Pawlak V., Fuchs E. C., Köhr G., Seeburg P. H., Monyer H. Excitotoxicity in vitro by NR2A- and NR2B-containing NMDA receptors // Neuropharmacology. 2007. V. 53. P. 10–17.
104) Wan Ko H., Park K., Kim H., Han P., Kim Y., Gwag B., Choi E. Ca2+ -Mediated Activation of c-Jun N-Terminal Kinase and Nuclear Factor KB by NMDA in Cortical Cell Cultures // Journal of Neurochemistry. 1998. P. 1390-1395.
105) Wang L., Zhang L., Chow B. K. C. Secretin Prevents Apoptosis in the Developing Cerebellum Through Bcl-2 and Bcl-xL // Journal of Molecular Neuroscience. 2019. V. 68. P. 494-503.
106) Wang S.-W., Liu Z., Shi Z.-S. Non-Coding RNA in Acute Ischemic Stroke // Cell Transplantation. 2018.
107) Wei W., Lu M., Lan X., Liu N., Su W., Dushkin A., Yu J. Neuroprotective Effects of Oxymatrine on PI3K/Akt/mTOR Pathway After Hypoxic-Ischemic Brain Damage in Neonatal Rats // Front. Pharmacol. 2021.
108) Windelborn J. A., Lipton P. Lysosomal release of cathepsins causes ischemic damage in the rat hippocampal slice and depends on NMDA-mediated calcium influx, arachidonic acid metabolism, and free radical production // Journal of Neurochemistry. 2008. V. 106. P. 56–69.
109) Wu M.-Y., Yiang G.-T., Liao W.-T., Tsai A. P.-Y., Cheng Y.-L., Cheng P.-W., Li C.-J. Current Mechanistic Concepts in Ischemia and Reperfusion Injury // Cellular Physiology and Biochemistry. 2018. V. 46. P. 1650–1667.
110) Xiong X., Xie R., Zhang H., Gu L., Xie W., Cheng M., Zhao H. PRAS40 plays a pivotal role in protecting against stroke by linking the Akt and mTOR pathways // Neurobiology of Disease. 2014. V. 66. P. 43–52.
111) Yamori Y., Horie R., Handa H., Sato M., Fukase M. Pathogenetic similarity of strokes in stroke-prone spontaneously hypertensive rats and humans // Stroke. 1976. V. 7. P. 46–53.
112) Yang S., Li W. Targeting oxidative stress for the treatment of ischemic stroke: Upstream and downstream therapeutic strategies // Brain Circulation. 2016. V. 2. P. 153-163.
113) Yang Y., Rosenberg G. A. Blood-Brain Barrier Breakdown in Acute and Chronic Cerebrovascular Disease // Stroke. 2011. V. 42. P. 3323–3328.
114) Ye Y., Jin T., Zhang X., Zeng Z., Ye B., Wang J., Gu L. Meisoindigo Protects Against Focal Cerebral Ischemia-Reperfusion Injury by Inhibiting NLRP3 Inflammasome Activation and Regulating Microglia/Macrophage Polarization via TLR4/NF-κB Signaling Pathway // Frontiers in Cellular Neuroscience. 2019. V. 13.
115) You S., Saxena A., Wang X., Tan W., Han Q., Cao Y., Liu C.-F. Efficacy and safety of intravenous recombinant tissue plasminogen activator in mild ischaemic stroke: a meta-analysis // Stroke and Vascular Neurology. 2018. V. 3. P. 22–27.
116) Zakharova I. O., Sokolova T. V., Bayunova L. V., Zorina I. I., Rychkova M. P., Shpakov A. O., Avrova N. F. The Protective Effect of Insulin on Rat Cortical Neurons in Oxidative Stress and Its Dependence on the Modulation of Akt, GSK-3beta, ERK1/2, and AMPK Activities // International Journal of Molecular Sciences. 2019. V. 20. P. 3702.
117) Zhang H., Guo S., Zhang L., Jia L., Zhang Z., Duan H., Zhang W. Treatment with carnosine reduces hypoxia-ischemia brain damage in a neonatal rat model // European Journal of Pharmacology. 2014. V. 727. P. 174–180.
118) Zhang K., Yang Y., Ge H., Wang J., Chen X., Lei X., Zhong J., Zhang C., Xian J., Lu Y., Tan L., Feng H. Artesunate promotes the proliferation of neural stem/progenitor cells and alleviates Ischemia-reperfusion Injury through PI3K/Akt/FOXO-3a/p27 kip1 signaling pathway // Aging (Albany NY). 2020. V. 12. P. 8029-8048.
119) Zhao M., Hou S., Feng L., ShenP., Nan, D., Zhang Y., Feng J. Vinpocetine Protects Against Cerebral Ischemia-Reperfusion Injury by Targeting Astrocytic Connexin43 via the PI3K/AKT Signaling Pathway // Frontiers in Neuroscience. 2020.
120) Zhi W., Li K., Wang H., Lei M., Guo Y. Melatonin elicits protective effects on OGD/R‑insulted H9c2 cells by activating PGC‑1α/Nrf2 signaling // Int J Mol Med. 2020.
121) Zhou J., Ma M., Fang J., Zhao L., Zhou M., Guo J., He L. Differences in brain-derived neurotrophic factor gene polymorphisms between acute ischemic stroke patients and healthy controls in the Han population of southwest China // Neural Regen Res. 2019. V. 14. P. 1404-1411.
122) Zhou L., Ao L., Yan Y., Li W., Ye A., Li C., Li Y. JLX001 Ameliorates Ischemia/Reperfusion Injury by Reducing Neuronal Apoptosis Via Downregulating JNK Signaling Pathway // Neuroscience. 2019.
123) Ziemka-Nałcz M., Zalewska T., Zajc H., Domańska-Janik, K. Decrease of PKC precedes other cellular signs of calpain activation in area CA1 of the hippocampus after transient cerebral ischemia // Neurochemistry International. 2003. V. 42. P. 205–214.
124) Zorov D. B., Juhaszova M., Sollott S. J. Mitochondrial ROS-induced ROS release: An update and review // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 2006. V. 1757. P. 509–517.